11.040.30 外科器械和材料 标准查询与下载

GB/T 2766-2022 外科器械 非切割铰接器械通用要求和试验方法

本文件规定了非切割铰接器械类产品的材料、要求、试验方法、标记。 本文件适用于非切割铰接器械类产品。

Surgical instruments—Non-cutting,articulated instruments—General requirements and test methods

GB 9706.202-2021 医用电气设备 第2-2部分：高频手术设备及高频附件的基本安全和基本性能专用要求

本文件适用范围不包括电灼设备，即：用电加热的金属棒或线圈的医学治疗的设备。某种意义上说本版专用标准为高频手术设备和高频附件提供了单独的要求和试验，不论其制造商是谁。附属设备被包含于附件定义中。条款201.3．207附属设备附属设备的例子有“氩气（流）控制装置（仪）、附件泄漏监测器、中性电极接触监测器等。见图AA．1。条款201.3．208双极该项预期等同适用于设备和附件，因此它与201.3．209（双极附件）是有区别的，也可能代替

Medical electrical equipment—Part 2-2: Particular requirements for the basic safety and essential performance of high frequency surgical equipment and high frequency surgical accessories

GB 9706.4-2009 医用电气设备 第2-2部分:高频手术设备安全专用要求

本专用标准规定了高频手术设备和2.1.110中定义的医用高频附加的安全要求，这种设备和附件以下称为高频手术设备。 额定输出功率不超过50W的高频手术设备(如微型电凝器，或者用于牙科或眼科的设备)被排除于本专用标准的某些要求之外，这些排除会在相关要求中指明。

Medical electrical equipment-Part2-2:Particular requirements for the safety of high frequency surgical equipment

GB 3156-2006 OCu 宫节育器

本标准规定了活性OCu 宫内节育器的材料、型式和基本尺寸、配合、标示、要求、试验方法、检验规则、标志、包装、贮存和灭菌有效期等。 本标准适用于OCu 宫内节育器及其他金属圆环形宫内节育器（以下简称节育器）。该产品放置于妇女子宫腔内作避孕用。

OCu intra-uterine devices

GB 11235-2006 VCu宫内节育器

本标准规定了附带放置器的VCu宫内节育器的材料、型式、配置、标示、要求、试验方法、检验规则、标志、包装、贮存和灭菌有效期等。 本标准适用于VCu宫内节育器（以下简称节育器），该产品供放置于妇女宫腔内作避孕用。

VCu intra-uterine devices

GB 8662-2006 手术刀片和手术刀柄的配合尺寸

本标准规定了可拆卸手术刀片与手术刀柄相配合的尺寸。

Fitting dimension between scalpel blades and handles

GB 11239.1-2005 手术显微镜 第1部分;要求和试验方法

GB 11239的本部分规定了手术显微镜（它不含如照相机这样的附件）的技术要求、试验方法、检验规则、标志、标签、使用说明书、包装、运输及贮存等要求。 本部分适用于在显微手术和诊断治疗时用于观察的手术显微镜。 本部分不适用于眼科手术用手术显微镜光辐射伤害的专用要求。

Operation microscopes-Part 1:Requirements and test methods

GB 9706.4-1999 医用电气设备 第2部分;高频手术设备安全专用要求

本标准适用于第2.1.101条所定义的医用高频手术设备（以下简称设备）的安全要求。 本标准中某些要求不适用于额定功率未超过50W的设备（如：用于微凝血或齿科、眼科的设备），对这些不适用部分，将在有关要求中说明。

Medical electrical equipment Particular requirements for the safety of high frequency surgical equipment

GB/T 10160-1995 医用钳锁合力、脱开力测定方法

本标准规定了医用钳锁合力、脱开力测定方法和仪器要求。 本标准适用于指圈型带锁牙的医用钳类产品锁合力和脱开力的测定。

Test methods of locking force and opening force for medical use forceps

GB 2766-1995 穿鳃式止血钳通用技术条件

本标准规定了穿鳃式止血钳类产品（以下简称钳子）的技术要求、试验方法、检验规则和标志、包装、运输、贮存等要求。 本标准适用于穿鳃式止血钳类产品。

Haemostatic forceps with box joint--General specificatons

GB 4747.1-1989 医用镊通用技术条件

本标准规定了医用镊（以下简称镊子）的技术要求、试验方法、检验规则、标志、包装、运输、贮存的要求。 本标准适用于双片结合式和单片折叠式医用镊。 本标准不适用于迭鳃式、锁扣式、反力式、弹簧式等医用镊。

General specifications for medical forceps

GB/T 10162-1988 医用钳夹持拉力测定方法

本标准规定了医用钳夹持拉力仪器要求和测定方法。 本标准适用于穿鳃式指圈型医用钳类产品锁止牙锁合时钳子头部夹持拉力的测定。

Method of determination for pulling force of clamping of medical forceps

GB 8662-1988 手术刀片和手术刀柄配合尺寸

本标准规定了可拆卸手术刀片与手术刀柄相配合的尺寸。

Fitting dimension between knife blades and knife handles

GB 8667-1988 吻(缝)合器通用技术条件

本标准适用于吻（缝）合器类产品。

Specifications for suture forceps

DB32/T 4768-2024 聚氯乙烯医疗器械中常见荧光物质识别及浸出量的测定

T/CSBM 0050.4-2024 创面修复材料有效性评价 第4部分：体外微血管形成试验评价方法

5　血管形成试验 5.1原理 人的血管系统负责将营养物质和氧气运送到几乎所有的器官和组织，并将产生的废物通过循环排除体外。血管生成在组织损伤修复中具有很大的作用，血管的缺损会延缓伤口的愈合甚至造成伤口长期不愈。血管新生有利于黏膜损伤后的修复，因此通过EA.HY926细胞探究水凝胶浸提液对于血管形成的影响。 器具、试剂和耗材、细胞系 5.2.1　器具 试验器具如下： a)二氧化碳细胞培养箱； b)恒温水浴摇床； c)高压蒸汽灭菌锅； d)倒置荧光显微镜； e)细胞计数仪； f)恒温水浴摇床； g)酶标仪； h)电子天平； i)液氮罐； j)冷冻离心机； k)T25细胞培养瓶； l)24孔板； m)基质胶； n)Image J图像处理软件。 5.2.2　试剂和耗材 试验试剂和耗材如下 a)MEM低糖培养基：含10％胎牛血清； b)磷酸缓冲液（PBS）； c)0.25％胰蛋白酶。 5.2.3　细胞系 EA.HY926细胞。 5.3样品制备 5.3.1　试验样品 按照4.1、4.2制备。 5.3.2　空白对照 MEM低糖培养基，37?℃、120?r/min摇床中震荡24?h。 5.4试验步骤 5.4.1　EA.HY926细胞培养 5.4.1.1细胞复苏 将EA.HY926细胞冻存管于37?℃恒温水浴锅内不断晃动，待细胞冻存液完全溶解，将冻存的细胞悬液转移至15?mL离心管内，随后加入MEM低糖培养基，用无菌巴氏吸管吹打均匀后1?000?r/min离心3?min。弃去上清液，用MEM低糖培养基重悬细胞，随后将细胞转移至T25的培养瓶中，在37?℃、5％CO2细胞培养箱中培养，24?h后观察细胞状态，并给细胞换液。 5.4.1.2细胞传代 当细胞密度约为80％时，吸去培养瓶中原有的培养基，使用PBS轻洗两次，加入1?mL～2?mL?0.25％胰蛋白酶消化3?min～5?min，显微镜观察细胞消化情况，当细胞边缘缩小，贴壁松动时，手指轻叩细胞瓶身，肉眼可见细胞脱落，向培养瓶内加入一定量的MEM低糖培养基终止消化，MEM低糖培养基与0.25％胰蛋白酶的比例为5：1。终止消化后，用移液枪轻轻吹打细胞层，吹打时宜尽量减少气泡的产生，将细胞层吹落、吹散，然后将细胞悬液转移至离心管内，1?000?r/min离心3?min，弃去原有培养基，加入3?mL～5 ?mLMEM低糖培养基，将细胞重新混悬，取适量混匀的细胞悬液于细胞培养瓶内，在37?℃、5％CO2细胞培养箱中继续培养。传代比例为1：4，2天～3天传代。 5.4.1.3细胞冻存 细胞消化后，1?000?r/min离心3?min，加入冻存液将细胞混匀，取10?L细胞悬液用细胞计数仪计数，然后将混匀的细胞悬液放入冻存管中，每管1?mL，冻存密度为1×105/mL～1×106/mL。冻存管上应标明冻存细胞的名称、密度、代数以及冻存人和冻存时间。冻存细胞先4?℃放置10?min，再-20?℃放置30?min，然后-80?℃过夜，梯度降温后将细胞转移至液氮中保存。 5.4.2　小管形成试验 小管形成试验步骤如下： a)将基质胶放入冰箱4?℃过夜缓慢融化。枪头、24孔板等放入冰箱-20?℃预冷； b)将基质胶以每孔200?L缓慢加入预冷的24孔板中，避免气泡产生，注意操作过程中手持EP管上方，手心不应接触EP管； c)将铺有基质胶的24孔板放入冰箱4?℃静置15?min，然后转移至37?℃培养箱中静置30?min，使其凝固； d)待细胞融合至80％左右时，将细胞消化、离心并分别用试验液和空白对照液重悬细胞，随后细胞以1×105/mL加入24孔板中，每孔1?mL，3个复孔。放入恒温细胞培养箱中继续培养，分别在3?h、6?h、9?h观察小管形成情况； e)将细胞按照d）步骤铺板，在6?h时将细胞固定免疫荧光染色，显微镜下观察小管形成情况，并拍照，Image J计算成管数量，观察浸提液对血管形成的影响。 6　结果分析 6.1附录A给出了体外微血管形成试验方法的实例。 6.2小管形成试验结果：在观察时间内血管形成情况的描述，并给出显微镜下图片结果。 6.3免疫荧光染色结果：评价血管网形成的数量和血管形成的总长度，采用统计学评价方法，评价材料促进血管形成的效果，并给出免疫荧光染色的结果图片。经统计学分析试验组和空白对照组比较p＜0.05则认为该材料具有促进血管生成的作用，否则材料没有促进血管生成的作用。

Effectiveness evaluation of wound repair materials Part 3:In vitro microangiogenesis evaluation method

T/CSBM 0050.3-2024 创面修复材料有效性评价 第3部分：刺激因子屏蔽评价方法

4　刺激物浓度确定试验 4.1原理 将刺激物溶解在培养基中，配成不同梯度已知浓度的样品，按照GB/T 16886.5测定刺激物不同浓度下的细胞毒性，确定刺激物存活率40％、50％和60％的浓度。 4.2器具、试剂和耗材、细胞系、刺激物 4.2.1　器具 试验器具如下： a)二氧化碳细胞培养箱； b)恒温水浴摇床； c)高压蒸汽灭菌锅； d)倒置荧光显微镜； e)细胞计数仪； f)恒温水浴摇床； g)酶标仪； h)电子天平； i)液氮罐； j)冷冻离心机； k)96孔板； l)细胞培养瓶或细胞培养皿。 4.2.2　试剂和耗材 试验试剂和耗材如下： a)含10％新生胎牛血清DMEM低糖培养基（含10％FBS?DMEM低糖培养基）； b)二甲基亚砜（DMSO）； c)异丙醇； d)高密度聚乙烯。 4.2.3　细胞系 4.2.3.1试验可使用的细胞系如下： a)成纤维细胞； b)皮肤上皮细胞； c)食管上皮细胞； d)胃黏膜上皮细胞； e)肠黏膜上皮细胞。 4.2.3.2对于用于不同部位的修复材料选择合适的细胞系，如用于皮肤的修复材料可用皮肤细胞，用于食管的材料可选择食管上皮细胞。 4.2.4　刺激物 试验可使用的刺激物如下： a)盐酸； b)胃蛋白酶； c)胰蛋白酶； d)过氧化氢； e)细菌内毒素； f)其他。 4.3样品制备 4.3.1　刺激物梯度溶液 准确称取刺激物溶解在含10％FBS?DMEM低糖培养基中，配置成不同梯度浓度的刺激物，过滤除菌低温保存备用。根据样品现有的细胞毒性数据，配置10个不同梯度浓度的刺激物。 4.3.2　阴性对照 计算直径为1?cm的高密度聚乙烯双面的面积，按3?cm2/mL加入含10％FBS?DMEM低糖培养基，37?℃、120?r/min摇床中浸提24?h，取上清液使用。 4.3.3　阳性对照 取适量DMSO加入含10％FBS?DMEM低糖培养基内，制备10％DMSO溶液，37?℃、120?r/min摇床中震荡24?h。 4.3.4　空白对照 含10％FBS?DMEM低糖培养基，37?℃、120?r/min摇床中震荡24?h。 4.4试验方法 按照GB/T 16886.5—2017中附录C规定的MTT细胞毒性试验方法进行，处理条件、检测模型、观察时间按表1进行。试验设置空白对照组、阴性对照组、阳性对照组、刺激物组，每个试验组设置6个复孔。将复苏好的成纤维细胞传至两代以上呈对数生长期时，按照1×105个/mL密度制备细胞悬液，每孔加入100?μL细胞悬液，然后接种到96孔板内，放入二氧化碳细胞培养箱在37?℃下培养24?h，移去旧培养基，按照试验设置加入对应培养液，继续培养24?h后，在显微镜下观察每组细胞形态，弃去每组培养液后加入1?mg/mL?50?μL?MTT溶液，放入细胞培养箱中孵育3?h后弃去孵育液，加入100?μL异丙醇，用振荡器上振荡使蓝紫色结晶充分溶解混匀，在酶标仪上检测570?nm和650?nm波长的吸光度值并按照式（1）计算细胞存活率。 表1 细胞毒性试验 　() 式中： P1——细胞相对存活率，％； A570?nm——阴性对照组在570?nm处的平均吸光度； A650?nm——阴性对照组在650?nm处的平均吸光度； B570?nm——阳性对照组在570?nm处的平均吸光度； B650?nm——阳性对照组在650?nm处的平均吸光度。 4.5试验用刺激物浓度的确定 根据细胞毒性试验结果，做刺激物浓度和细胞毒性关系曲线，选择细胞毒性存活率40％、50％、60％的3个浓度用于物理屏蔽细胞活力和物理屏蔽细胞迁移试验。若试验结果的细胞毒性存活率未能达到以上要求，宜进一步增加浓度或降低浓度重新进行细胞毒性试验。 5　物理屏蔽细胞活力试验 5.1原理 采用Transwell细胞培养技术评价创面修复再生材料对胃酸、胃蛋白酶、胰蛋白酶、过氧化氢、细菌内毒素等刺激因子屏障作用。物理屏蔽保护试验模式如图1所示。在有保护材料屏蔽的情况下可以避免刺激因子对细胞的刺激和毒性作用，细胞可以生长良好，而在没有保护的情况下细胞生长被抑制或细胞死亡。 a）加入材料                          b）未加材料 图1　材料屏蔽保护试验模型示意图 5.2器具、试剂和耗材、细胞系 5.2.1　器具 试验器具如下： a)二氧化碳细胞培养箱； b)恒温水浴摇床； c)高压蒸汽灭菌锅； d)倒置荧光显微镜； e)细胞计数仪； f)恒温水浴摇床； g)酶标仪； h)电子天平； i)液氮罐； j)冷冻离心机； k)24孔板； l)Transwell孔板； m)96孔板。 5.2.2　试剂和耗材 试验试剂和耗材如下： a)含10％新生胎牛血清DMEM低糖培养基（含10％FBS?DMEM低糖培养基）； b)CCK-8试剂。 5.2.3　细胞系 同4.2.3。 5.3刺激物溶液制备 按4.5确定的浓度，按4.3.1配制3个浓度的刺激物溶液。 5.4试验方法 按照表2规定将处于对数生长期的细胞按照1×105个/mL的细胞密度铺于24孔板内，每孔加入1?mL，3个复孔，试验组的Transwell孔板中加入0.2?mL保护胶使其厚度为1.0?mm～1.5?mm，空白对照组不做处理，分别向每组中加入3个不同浓度的刺激物观察24?h、48?h、72?h细胞增殖情况，酶标仪下检测450?nm的吸光度，按照式（2）计算细胞存活率，评估创面修复材料屏蔽保护细胞活力作用。 表2　物理屏蔽细胞活力试验 　() 式中： P1——细胞存活率，％； A450?nm——试验组在450?nm处的平均吸光度； B450?nm——空白对照组在450?nm处的平均吸光度。 5.5结果分析 采用统计学方法评价试验结果，并对空白对照组、试验组结果进行综合分析评估。经统计学分析试验组和空白对照组比较p＜0.05则认为该材料具有屏蔽保护细胞活力的作用，否则材料没有屏蔽保护细胞活力的作用。 6　物理屏蔽细胞迁移试验 6.1原理 采用Transwell细胞培养技术评价创面修复再生材料对胃酸、胃蛋白酶、胰蛋白酶、过氧化氢、细菌内毒素等刺激因子屏障作用。物理屏蔽保护试验模式如图1所示。在有保护材料屏蔽的情况下可以避免刺激因子对细胞的刺激和毒性作用，细胞可以迁移，而在没有保护的情况下细胞迁移被抑制。 6.2器具、试剂和耗材、细胞系 6.2.1　器具 试验器具如下： a)二氧化碳细胞培养箱； b)恒温水浴摇床； c)高压蒸汽灭菌锅； d)倒置荧光显微镜； e)细胞计数仪； f)恒温水浴锅； g)恒温水浴摇床； h)酶标仪； i)电子天平； j)液氮罐； k)24孔板； l)Transwell孔板； m)细胞培养瓶； n)Image J图像处理软件。 6.2.2　试剂和耗材 含10％新生胎牛血清DMEM低糖培养基（含10％FBS?DMEM低糖培养基）。 6.2.3　细胞系 同4.2.3。 6.3刺激物溶液制备 同5.3。 6.4试验方法 按照表3规定将处于对数生长期的细胞按照1105个/mL的细胞密度铺于24孔板内，每孔加入1?mL，3个复孔，24?h后将一灭菌直尺放置于孔板孔上方，用1?mL枪垂直于孔板和直尺间划一道横线，在10×显微镜下观察。样品组的Transwell孔板中加入0.2?mL的保护胶使其厚度为1.0?mm～1.5?mm，空白对照组不做处理，分别在每组中加入3个不同浓度的刺激物。拍摄0?h、以及培养12?h、24?h时的细胞图片，应用Image J按式（3）计算不同时间的细胞迁移率，评估生物材料作用后的对细胞迁移的影响。 表3　物理屏蔽细胞迁移试验 　() 式中： P2——细胞迁移率，％； S0——细胞划痕后0?h细胞未覆盖的区域面积； S12——细胞划痕后12?h细胞未覆盖的区域面积； S24——细胞划痕后24?h细胞未覆盖的区域面积。 6.5结果分析 采用统计学方法评价试验结果，并对空白对照组、试验组结果进行综合分析评估。经统计学分析试验组和空白对照组比较p＜0.05则认为该材料具有屏蔽保护促进细胞迁移的作用，否则材料没有屏蔽保护促进细胞迁移的作用。

Effectiveness evaluation of wound repair materials Part 3:In vitro irritants barrier evaluation method

T/CSBM 0050.1-2024 创面修复材料有效性评价 第 1 部分：水溶性材料体外评价方法

4 细胞毒性试验 4.1 原理 将待测生物材料溶解在培养基中，配成不同梯度浓度的样品，按照GB/T 16886.5—2017确定不同浓度下材料是否具有细胞毒性。 4.2 器具、试剂和耗材、细胞系 4.2.1 器具 试验器具如下： a) 二氧化碳细胞培养箱； b) 恒温水浴摇床； c) 高压蒸汽灭菌锅； d) 倒置荧光显微镜； e) 细胞计数仪； f) 恒温水浴摇床； g) 酶标仪； h) 电子天平； i) 液氮罐； j) 冷冻离心机； k) 96 孔板； l) 细胞培养瓶或细胞培养皿。 4.2.2 试剂和耗材 试验试剂和耗材如下： a) 含 10％新生胎牛血清 DMEM 低糖培养基（含 10％FBS DMEM 低糖培养基）； b) 二甲基亚砜（DMSO）； c) 异丙醇； d) 高密度聚乙烯。 4.2.3 细胞系 L929细胞。 4.3 样品制备 4.3.1 试验样品 准确称取样品溶解在含10％FBS DMEM低糖培养基中，配置成不同梯度浓度的样品，过滤除菌低温保存备用。根据样品现有的细胞毒性数据，配置10个不同梯度浓度的试验样品。 4.3.2 阴性对照 计算直径为1 cm的高密度聚乙烯双面的面积，按3 cm2/mL加入含10％FBS DMEM低糖培养基，37 ℃、120 r/min摇床中浸提24 h，取浸提液使用。 4.3.3 阳性对照 取适量DMSO加入含10％FBS DMEM低糖培养基内，制备10％DMSO溶液，37 ℃、120 r/min摇床中震荡24 h。 4.3.4 空白对照 含10％FBS DMEM低糖培养基，37 ℃、120 r/min摇床中震荡24 h。 4.4 试验方法 按照GB/T 16886.5—2017中附录C规定的MTT细胞毒性试验方法进行，处理条件、检测模型、观察时间按表1进行。试验设置空白对照组、阴性对照组、阳性对照组，试验组，每个试验组设置6个复孔。将复苏好的成纤维细胞传至两代以上呈对数生长期时，按照1×105个/mL密度制备细胞悬液，每孔加入100μL细胞悬液，然后接种到96孔板内，放入二氧化碳细胞培养箱在37℃下培养24 h，移去旧培养基，按照试验设置加入对应培养液，继续培养24 h后，在显微镜下观察每组细胞形态，弃去每组培养液后加入1 mg/mL 50μLMTT溶液，放入细胞培养箱中孵育2 h后弃去孵育液，加入100?L异丙醇，用振荡器上振荡使蓝紫色结晶充分溶解混匀，在酶标仪上检测570nm和650 nm波长的吸光度值并按照式（1）计算细胞存活率。 表1 细胞毒性试验 ??1 =（??570 ???????650 ????）/（??570 ???????650 ????）×100％·····(1) 式中： P1——细胞相对存活率，％； A570 nm——阴性对照组在570nm处的平均吸光度； A650 nm——阴性对照组在650nm处的平均吸光度； B570 nm——阳性对照组在570nm处的平均吸光度； B650 nm——阳性对照组在650nm处的平均吸光度。 4.5 试验用样品浓度的确定 根据细胞毒性试验结果，选择无细胞毒性的高、中、低3个浓度用于细胞增殖和迁移试验。若试验结果的细胞毒性在最高浓度或最低浓度表现为细胞增殖率为最大值，宜进一步增加浓度或降低浓度重新进行细胞毒性试验。 5 细胞增殖试验 5.1 原理 在无血清培养基条件下测定细胞增殖的情况，以无血清培养基为空白对照，含血清培养基为阳性对照。若材料具有促进细胞增殖的作用，则和空白对照相比具有明显细胞增殖反应。 5.2 器具、试剂和耗材、细胞系 5.2.1 器具 同4.2.1。 5.2.2 试剂和耗材 试验试剂和耗材如下： a) 含 10％新生胎牛血清 DMEM 低糖培养基（含 10％FBS DMEM 低糖培养基）； b) 无血清培养基； c) CCK-8 试剂。 5.2.3 细胞系 5.2.3.1 试验可使用的细胞系如下： a) 成纤维细胞； b) 皮肤上皮细胞； c) 食管上皮细胞； d) 胃黏膜上皮细胞； e) 肠黏膜上皮细胞。 5.2.3.2 对于用于不同部位的修复材料选择合适的细胞系，如用于皮肤的修复材料可用皮肤细胞，用 于食管的材料可选择食管上皮细胞。 5.3 样品制备 5.3.1 试验样品 按照细胞毒性试验确认的3个浓度称取样品溶解在无血清培养基中，完全溶解过滤除菌备用。 5.3.2 阳性对照 含10％FBS DMEM低糖培养基，37 ℃、120 r/min摇床中震荡24 h。 5.3.3 空白对照 无血清培养基，37 ℃、120 r/min摇床中震荡24 h。 5.4 试验方法 将在对数生长期内的细胞按照1×105个/mL的细胞密度加入到96孔板内，每孔100 μL，6个复孔。在 细胞培养箱中培养24h后弃去旧培养基，按照表2规定加入对照组和试验组溶液。于24 h、48h和72 h分别观察细胞增殖情况，弃去孔内液体，加入CCK-8溶液，放入培养箱内孵育3h。孵育结束使用酶标仪测量450 nm的吸光度值，按照式（2）计算细胞增殖率，评估试验样品溶液不同浓度对细胞的增殖作用，并筛选出最佳增殖浓度。 表2 细胞增殖试验 ??2 =??450 ????/??450 ????× 100％ ···································································(2) 式中： P2——细胞增殖率，％； A450 nm——阳性对照组不同浓度样品组平均吸光度； B450 nm——空白对照组平均吸光度。 5.5 结果分析 采用统计学方法评价试验结果，并对空白对照组、试验组和/或阳性对照品组各组结果进行综合分 析评估。经统计学分析： a) 在阳性对照和空白对照应有显著性差异（p＜0.05）条件下，试验组和空白对照组比较 p＜0.05，则认为该材料具有促进细胞增殖的效果，否则材料没有促进细胞增殖的作用； b) 若阳性对照和空白对照没有显著性差异（p＞0.05），则试验不成立； c) 若细胞增殖试验表现为增殖抑制作用，该材料可能与培养基中的血清蛋白相互作用，在有血清蛋白存在的情况下可能不会表现出细胞增殖抑制作用，必要时可进一步研究明确其作用机理。 6 细胞迁移试验 6.1 原理 当细胞长到融合成单层状态时，在融合的单层细胞上人为制造一个细胞空白区域，即为“划痕”，划痕边缘的细胞会逐渐进入空白区域使“划痕”愈合。通过对不同时期划痕区域细胞状态的观察，对细胞的迁移能力进行判断。该方法模拟了细胞在体内愈合过程中的迁移过程。在细胞单层中创建一个“伤口”，在细胞迁移过程中在开始和定期捕获图像以关闭伤口，以及比较图像以确定细胞迁移速率。 6.2 器具、试剂和耗材、细胞系 6.2.1 器具 试验器具如下： a) 二氧化碳细胞培养箱； b) 恒温水浴摇床； c) 高压蒸汽灭菌锅； d) 倒置荧光显微镜； e) 细胞计数仪； f) 恒温水浴摇床； g) 酶标仪； h) 电子天平； i) 液氮罐； j) 24 孔板； k) 细胞培养瓶或细胞培养皿； l) Image J 图像处理软件。 6.2.2 试剂和耗材 试验试剂和耗材如下： a) 含 10％新生胎牛血清 DMEM 低糖培养基（含 10％FBS DMEM 低糖培养基）； b) 无血清培养基。 6.2.3 细胞系 同5.2.3。 6.3 样品制备 同5.3。 6.4 试验方法 按照表3规定将处于对数生长期的细胞按照1×105个/mL的细胞密度铺于24孔板内，每孔加入1 mL，3个复孔，24h后将一灭菌直尺放置于孔板孔上方，用1 mL枪垂直于孔板和直尺间划一道横线，在10×显微镜下观察，拍摄0 h、以及培养12 h、24 h时的细胞图片，应用Image J按式（3）计算不同时间的细胞迁移率，评估生物材料作用后的对细胞迁移的影响。 表3 细胞迁移试验 ??3 =（??0???12//??24）/S0× 100％·································································(3) 式中： P3——细胞迁移率，％； S0——细胞划痕后0 h细胞未覆盖的区域面积； S12——细胞划痕后12h细胞未覆盖的区域面积； S24——细胞划痕后24h细胞未覆盖的区域面积。 6.5 结果分析 采用统计学方法评价试验结果，并对空白对照组、试验组和/或阳性对照品组各组结果进行综合分析评估。经统计学分析： a) 在阳性对照和空白对照应有显著性差异（p＜0.05）条件下，试验组和空白对照组比较 p＜0.05，则认为该材料具有促进细胞迁移的效果，否则材料没有促进细胞迁移的作用； b) 若阳性对照和空白对照没有显著性差异（p＞0.05），则试验不成立。

Effectiveness evaluation of wound repair materials Part 1:In vitro evaluation method for water soluble materials

T/CSBM 0050.2-2024 创面修复材料有效性评价 第 2 部分：水不溶性材料体外浸提液评价方法

4 浸提液制备 在无菌状态下，按照以下条件制备浸提液： a) 浸提温度：37 ℃±1 ℃； b) 浸提时间：24 h±2 h 或 48h±2h 或 72h±2h； c) 浸提介质：无血清培养基； d) 浸提条件：120 r/min 摇床中震荡； e) 样品和浸提介质的比例：按照 GB/T 16886.12—2023 中表 1 的规定进行。 5 细胞增殖试验 5.1 原理 在无血清培养基条件下测定细胞增殖的情况，以无血清培养基为空白对照，含血清培养基为阳性对照。若材料具有促进细胞增殖的作用，则和空白对照相比具有明显细胞增殖反应。 5.2 器具、试剂和耗材、细胞系 5.2.1 器具 试验器具如下： a) 二氧化碳细胞培养箱； b) 恒温水浴摇床； c) 高压蒸汽灭菌锅； d) 倒置荧光显微镜； e) 细胞计数仪； f) 恒温水浴摇床； g) 酶标仪； h) 电子天平； i) 液氮罐； j) 冷冻离心机； k) 96 孔板； l) 细胞培养瓶或细胞培养皿。 5.2.2 试剂和耗材 试验试剂和耗材如下： a) 含 10％新生胎牛血清 DMEM 低糖培养基（含 10％FBS DMEM 低糖培养基）； b) 无血清培养基； c) CCK-8 试剂。 5.2.3 细胞系 5.2.3.1 试验可使用的细胞系如下： a) 成纤维细胞； b) 皮肤上皮细胞； c) 食管上皮细胞； d) 胃黏膜上皮细胞； e) 肠黏膜上皮细胞。 5.2.3.2 对于用于不同部位的修复材料选择合适的细胞系，如用于皮肤的修复材料可用皮肤细胞，用于食管的材料可选择食管上皮细胞。 5.3 样品制备 5.3.1 试验样品 将浸提液使用无血清培养基稀释成100％、75％、50％、25％、12.5％的浓度。 5.3.2 阳性对照 含10％FBS DMEM低糖培养基，37 ℃、120 r/min摇床中震荡24 h。 5.3.3 空白对照 无血清培养基，37 ℃、120 r/min摇床中震荡24h。 5.4 试验方法 将在对数生长期内的细胞按照1×105个/mL的细胞密度加入到96孔板内，每孔100 μL，6个复孔。在细胞培养箱中培养24h后弃去旧培养基，按照表1规定加入对照组和试验组溶液。于24h、48h和72h分别观察细胞增殖情况，弃去孔内液体，加入CCK-8溶液，放入培养箱内孵育3h。孵育结束使用酶标仪测量450 nm的吸光度值，按照式（1）计算细胞增殖率，评估试验样品溶液不同浓度对细胞的增殖作用，并筛选出最佳增殖浓度。 表1 细胞增殖试验 ??1 =??450 ????/??450 ????× 100％·································································(1) 式中： P1——细胞增殖率，％； A450 nm——阳性对照组不同浓度样品组平均吸光度； B450 nm——空白对照组平均吸光度。 5.5 结果分析 采用统计学方法评价试验结果，并对空白对照组、试验组和/或阳性对照品组各组结果进行综合分析评估。经统计学分析： a) 在阳性对照和空白对照应有显著性差异（p＜0.05）条件下，试验组和空白对照组比较 p＜0.05，则认为该材料具有促进细胞增殖的效果，否则材料没有促进细胞增殖的作用； b) 若阳性对照和空白对照没有显著性差异（p＞0.05），则试验不成立。 6 细胞迁移试验 61 原理 当细胞长到融合成单层状态时，在融合的单层细胞上人为制造一个细胞空白区域，即为“划痕”，划痕边缘的细胞会逐渐进入空白区域使“划痕”愈合。通过对不同时期划痕区域细胞状态的观察，对细胞的迁移能力进行判断。该方法模拟了细胞在体内愈合过程中的迁移过程。在细胞单层中创建一个“伤口”，在细胞迁移过程中在开始和定期捕获图像以关闭伤口，以及比较图像以确定细胞迁移速率。 5.2 器具、试剂和耗材、细胞系 6.2.1 器具 试验器具如下： a) 二氧化碳细胞培养箱； b) 恒温水浴摇床； c) 高压蒸汽灭菌锅； d) 倒置荧光显微镜； e) 细胞计数仪； f) 恒温水浴摇床； g) 酶标仪； h) 电子天平； i) 液氮罐； j) 24 孔板； k) 细胞 T75 培养瓶； l) Image J 图像处理软件。 6.2.2 试剂和耗材 试验试剂和耗材如下： a) 含 10％新生胎牛血清 DMEM 低糖培养基（含 10％FBS DMEM 低糖培养基）； b) 无血清培养基。 6.2.3 细胞系 同5.2.3。 6.3 样品制备 同5.3。 6.4 试验方法 按照表2规定将处于对数生长期的细胞按照1×105个/mL的细胞密度铺于24孔板内，每孔加入1 mL，3个复孔，24 h后将一灭菌直尺放置于孔板孔上方，用1 mL枪垂直于孔板和直尺间划一道横线，在10×显微镜下观察，拍摄0 h、以及培养12 h、24 h时细胞图片，应用Image J按式（2）计算不同时间的细胞迁移率，评估生物材料作用后的对细胞迁移的影响。 表2 细胞迁移试验 ??2 =(??0???12/??24)/??0× 100％·······························································(2) 式中： P2——细胞迁移率，％； S0——细胞划痕后0 h细胞未覆盖的区域面积； S12——细胞划痕后12h细胞未覆盖的区域面积； S24——细胞划痕后24h细胞未覆盖的区域面积。 6.5 结果分析 采用统计学方法评价试验结果，并对空白对照组、试验组和/或阳性对照品组各组结果进行综合分 析评估。经统计学分析： a) 在阳性对照和空白对照应有显著性差异（p＜0.05）条件下，试验组和空白对照组比较 p＜0.05，则认为该材料具有促进细胞迁移的效果，否则材料没有促进细胞迁移的作用； b) 若阳性对照和空白对照没有显著性差异（p＞0.05），则试验不成立。

Effectiveness evaluation of wound repair materials Part 2:In vitro extracts evaluation method for water insoluble materials

BS ISO 7151:2024 外科器械 非切割铰接器械 一般要求和试验方法

Surgical instruments. Non-cutting, articulated instruments. General requirements and test methods