4． DNA序列分析
a. Sanger的双脱氧链终止法
Cambridge的F. Sanger在1977年发明用双脱氧链终止法测定单链DNA的序列，其基本原理如下：
①DNA聚合酶能够用单链DNA作为模板，合成准确的DNA互补链；②该酶能够用2'，3'--双脱氧核苷三磷酸作底物并将其聚合到新生寡核苷酸链的3'-末端，从而终止其延伸反应。在DNA测序反应中，加入模板DNA，引物（特异性引物，如T7，T3，M13等），DNA聚合酶，dA，dT，dG，dC和一种ddNTP。常用Klenow大片段，无5'→3'外切酶活性。
b． Maxam-Gilbert化学修饰法(哈佛大学)
该方法的基本原理是用化学试剂处理具有末端放射性标记的DNA片段，造成碱基的特异性切割并产生一组具有不同长度的DNA链降解产物，经凝胶电泳分离和放射自显影之后，可直接读出待测DNA片段的核苷酸序列。
该反应的关键在于使DNA的4种核苷酸中，只有1-2种发生特异性的化学切割反应：
碱基的特异性修饰；
被修饰的碱基从核糖环上转移；
失去碱基的糖环部位发生DNA链断裂。
专门用来对核苷酸作化学修饰，并打断磷酸二酯键的化学试剂有硫酸二甲酯(dimethylsulphate)和肼(hydrazine)。
硫酸二甲酯是碱性化学试剂，能使DNA链中鸟嘌呤的N7和腺嘌呤的N6位发生甲基化，在中性PH环境中就能使糖苷键发生水解，并引起DNA链的断裂。在碱性条件下，肼能特异性切割C和T。如果加入1 mol/L的Nacl，那么，只有C被特异性切割。
c． DNA序列分析自动化
用四甲基若丹明(Tetramethylrhodamine)作为荧光剂标记DNA引物，带有这种引物的DNA片段能在激光诱导下发出荧光。按照标准的双脱氧终止法或化学终止法进行测序反应，跑DNA凝胶后用计算机检测。
d.DNA杂交测序法(SBH-Sequencing by hybridization)
如果一段较短的DNA探针能与较长的DNA片段杂交，并形成完全的双链结构，我们就推测在靶DNA上存在着相应的互补序列，这就是DNA杂交测序法的基本原理。如果将一种12-mer的靶DNA与完全随机合成的8-mer寡核苷酸控针混合杂交，在总数为48=65536种8-mer的控针群体中，仅有5种探针会与靶DNA杂交，形成完全互补的双链分子。
当靶DNA与标记探针形成G-T或G-A末端碱基错配的双链体时，检测有一定难度。寡核苷酸探针越短，碱基错配造成的去稳定效应越明显，较易与完全的双链体分子相区分。但是，探针短，杂交产物的总体稳定性下降，信/噪比下降，影响结果的可靠性。所以，6-mer寡核苷酸矩阵芯片只能用于测定500bp的靶DNA；7-mer=2000bp，8-mer=8000bp。
SBH的应用：
① 可有效检测靶DNA中的单碱基突变；
② 可用于不同DNA片段之间的序列比较；
③ 可用于检测不同生长发育状态下细胞中特定基因的表达状况；
④ 可用于检验传统测序技术的准确性。
5． 基因的定点诱变（site-directed mutagenesis）
使已克隆基因或DNA片段中的任何一个特定碱基发生取代、插入或缺失变化的过程叫作基因的定点诱变，是基因工程和蛋白质工程的重要手段。
a. 盒式诱变(cassette mutagenesis)，包括盒式取代诱变和混合寡核苷酸诱变两种方式。
b．寡核苷酸引物诱变
应用化学合成的含有突变碱基的寡核苷酸短片段做引物，进行DNA复制，使寡核苷酸引物成为新合成的DNA子链的一个部分。
C．PCRG与PCR诱变
6． 利用DNA与蛋白质的相互作用进行核酸研究.
a.凝胶滞缓实验(Gel retardation assay)，又称DNA迁移率变化试验(DNA mobility shift assay--EMSA)。
b． DNase I 印迹试验（DNase I foot printing）
主要步骤：
① 用32P标记DNA双链末端，并用RE切去一端；
② 加入细胞特定周期蛋白质提取物，温育；
③ 加入适量DNaseI或硫酸二甲酯-六氢吡啶，使DNA链发生断裂。
这一反应中，DNaseI或硫酸二甲酯的用量非常关键，要保证一条链只发生一次断裂！
④沉淀DNA（包括与DNA相结合的蛋白质）；
⑤进行DNA凝胶分析。
如果某个蛋白质已经与DNA的特定区段相结合，那么，它就会保证该区段DNA免受消化或降解作用。在电泳凝胶的放射自显影图片上，相应于蛋白质结合的部位不产生放射性标记的条带。
c． 甲基化干扰试验(Methylation interference assay)
用DMS处理靶DNA，使平均每条链上只有一个G被甲基化。将局部甲基化的DNA与含DNA结合蛋白的细胞提取物共温育后进行凝胶滞缓试验。分离各种DNA条带，并用六氢吡啶切割甲基化的残基。如果因某个G残基的甲基化作用而阻止了蛋白质与DNA的结合，那么，六氢吡啶对这个甲基化G残基的切割作用，就只能在没有蛋白质结合的DNA中观察到。
d． 体内足迹试验
用适量DMS处理完整的游离细胞，使染色质中的G残基甲基化，提取DNA并加入六氢吡啶切割DNA链。与对照的裸露DNA经甲基化处理后形成的梯度相对照，就能发现DNA链上的蛋白质结合区。
三、分子克隆技术
1、高质量mRNA的制备
应用Promega
PolyAT tract mRNA Isolation System分离Poly(A)RNA。将Biotinylated
Oligo(dT)引物与细胞总RNA共温育，加入与微磁球相连的Streptavidin，用磁场吸附与PMP相连的SA-Biotinylated
Oligo(dT)-mRNA。
2． 反转录成cDNA
可同时在反转录系统中加入Oligo（dT）12-18-mer及随机引物R6，以保证得到全长cDNA；
应选用活性较高的反转录酶（Reverse transcriptase）；
应选用甲基化dCTP；
应保证所获得双链cDNA的方向性。
Super Script Choice cDNA合成系统中所用的poly（dT）引物
因为绝大多数大肠杆菌细胞都会切除带有5'-methyl C的外源DNA，所以，应选用mcrA- mcrB-菌株。
3．分子克隆的主要方法
（1）构建cDNA、核DNA文库，应用现有核酸探针分离新的目的基因；
（2）差式杂交(differential screen)和扣除杂交(subtractive hybridization)技术；
（3）DD-RT-PCR法及差别显示技术；
（4）差别分析法 (RDA法，即Representational difference analysis）；
（5）酵母双杂交体系Two-hybrid system；
（6）图位克隆法（map-based cloning）与染色体步移 （genomic DNA Walking）。
习惯上，人们用克隆表示由同一物种具有相同基因型的两个或多个个体组成的群体。所以，从同一受精卵分裂而来的单卵双生子（monozygotic
twins）便属于同一克隆。细胞学上，克隆是指由同一个祖细胞（progenitor
cell）分裂而来的具有同一遗传背景的子细胞群体。分子生物学上，把将外源DNA插入具有自主复制能力的载体DNA中，使之得以自主复制和永久保存的过程叫做分子克隆。
文库筛选与基因丰度有关。高丰度基因，如蚕丝心蛋白，卵清蛋白等在某些特定组织中可占细胞总mRNA量的50-90%，非常容易被分离。低丰度基因，一般在细胞中只有10-20个拷贝，哺乳动物细胞中可含10,000到40,000种不同的mRNA，如果要达到99%的期望值，大约需要筛选150,000-170,000个克隆子。一般情况下，每微克cDNA可产生10万-60万个克隆子。
A.差式杂交或扣除杂交克隆技术
B.cRNA差式显示法
除了极少数特例(如组蛋白基因)之外，几乎所有的真核基因mRNA分子的3'-末端，都带有一段多聚的腺苷酸结构，即通常所说的poly(A)尾巴。
P.Liang等人设计合成了全部12种不同的引物，用以反转录mRNA，合成第一链cDNA。这种引物通常叫作3'-端锚定脱氧核苷酸引物，并用5'-T11MN或5'-T12MN通式表示。其中M为除了T以外的任何一种核苷酸（即A、G或C），而N则为任何一种核苷酸（即A、G、C或T），故MN共有12种不同的排列组合方式。
DDRT-PCR的主要步骤：
Ⅰ.从不同发育阶段或不同基因型的细胞群体中分离mRNA，并以3'锚定引物作为反转录的引物，合成第一键cDNA；
Ⅱ.用5'随机引物和某个3'端锚定引物对扩增第一链(掺入32p-dNTP)；
Ⅲ.用DNA变性测序胶分离扩增产物，X光片曝光后检测差别条带；
Ⅳ.回收特异性差别条带；
Ⅴ.用同一引物对扩增已回收的DNA条带；
Ⅵ.用Northern，Southern及测序法分析所得的条带；
Ⅶ.以该DNA片段做探针，筛选全长cDNA或核基因。
C.cDNA差式分析法(Representational ditterence analysis)
RDA法充分发挥了PCR以指数形式扩增双链DNA模板的特性，通过降低cDNA群体复杂性和更换cDNA两端接头等方法，特异扩增了目的基因片段。因为试验对象（Tester）和供试探针（Driver）在接受差式分析前均经一个4碱基切割酶处理，形成平均长度256bp的代表群（representation）保证绝大部分遗传信息能被扩增。每次T减D反应后仅设置72℃复性与延伸，94℃复性这两个参数共20个PCR循环，PCR产物的特异性和所得探针的纯度非常高。
D.酵母双杂交体系
Two-hybrid system也叫interaction trap（相互作用陷井），是90年代初发展起来的分离基因的新方法，可用于分离能与已知靶蛋白质（target protein）相互作用的基因。
基本原理：
真核生物的转录因子大多是由两个结构上分开、功能上独立的结构域组成的。如GAL4的N端1-147aa是DNA结合域（BD），其C端768-881aa是转录激活域（AD）。一般情况下，AD能与GAL4效应基因启动子上游的特定DNA区段（UAS）相结合，而此时，AD则推动了转录起始。
若用基因工程的方法，将GAL4 AD和BD分别克隆到不同的载体上，导入同一细胞株中表达，效应基因无法被激活,但可把来自不同转录因子的AD或BD区域连成一个功能基因。
主要实验过程：
a. 选择缺失GAL4编码基因的酵母寄主菌株-SFY526或HF7c；
b. 构建带有GAL1 UAS-启动子-lac Z（His3）的转化载体;
c. 把已知的靶蛋白质编码基因克隆到pGBT9的多克隆位点上，把所有cDNA都克隆到pGAD424载体上，构成cDNA表达文库。
d. 从大肠杆菌中分别提取这两种重组质粒DNA，共转化感受态酿酒酵母菌株。
e. 将共转化的酵母菌株涂布于缺少Leu，Trp和His的培养基上，筛选表达相互作用的杂种蛋白的阳性菌落。
E.基因的图位克隆法
Map-based
cloning是分离未知性状目的基因的一种好方法。从理论上说，所有具有某种表现型的基因都可以通过该方法克隆得到。首先，将目的基因定位到某个染色体的特定位点，并在其两侧确定紧密连锁的RFLP或RAPD分子标记。二、利用与目的基因最紧密连锁的一对分子标记作探针，通过染色体步移技术将位于这两个标记之间的基因片段克隆并分离出来。三、根据基因功能互作原理鉴定目的基因。
通过对许多不同的生态型及大量限制性内切酶和杂交探针的分析，找出与目的基因距离最近的RFLP标记。在RFLP作图中，连锁距离是根据重组率来计算的，1cm（厘米）相当于1%的重组率。人类基因组中，1cm≈1000kb;拟南芥菜中，1cm≈290kb;小麦中，
1cm≈3500kb。
四、 DNA的Microarray
只要事先除去高度及中等重复序列，任何DNA都可以被用于Microarray。最简单的例子是用机械手把极微量（nanoliters）的DNA点到玻片或其它载体上，照射UV
light使之永久固定，用不同细胞周期发育阶段的cDNA作探针系统性地研究细胞中任意时期特异表达的基因；若把某一生物体内全部全部已知基因分别点到DNA微列阵或者基因芯片上，再用不同发育阶段的cDNA与之杂交，就能了解某些基因对特定生长发育阶段的重要性；基因芯片还可用于进行基因诊断，可建立正常人特定组织、器官的基因芯片，给出标准杂交信号图。用可疑病人的cDNA做探针与之杂交，检查哪些基因的表达受抑制或激活。
第六讲 原核基因表达调控
原核生物和单细胞真核生物直接暴露在变幻莫测的环境中，食物供应毫无保障，只有能根据环境条件的改变合成各种不同的蛋白质，使代谢过程适应环境的变化，才能维持自身的生存和繁衍。自然选择倾向于保留高效率的生命过程。在一个每30min增殖一倍的109细菌群体中，若有一个细菌变成了29.5min增殖一倍，大约经过80天的连续生长后，这个群体中的99.9%都将具有29.5min增殖一倍的生长速度。
一个大肠杆菌细胞中约有2500-3000个基因。估计正常情况下，可带有107个蛋白质，平均每个基因产生3000多个蛋白质分子。但大肠杆菌中一般带有15,000-30,000个核糖体，有50余种核糖体结合蛋白，数量也很惊人。此外，负责糖酵解系统的蛋白质数量也很大。而象半乳糖苷酶等诱导酶，其含量可少至每细胞仅1-5个分子。
一个体系在需要时被打开，不需要时被关闭。这种"开-关"（on-off）活性是通过调节转录来建立的，也就是说mRNA的合成是可以被调节的。当我们说一个系统处于"off"状态时，也有本底水平的基因表达，常常是每世代每个细胞只合成1或2个mRNA分子。所谓"关"实际的意思是基因表达量特别低，很难甚至无法检测。
科学家把这个从DNA到蛋白质的过程称为基因表达(gene expression)，对这个过程的调节就称为基因表达调控(gene regulation或gene control)。要了解动、植物生长发育的规律、形态结构特征和生物学功能，就必须弄清楚基因表达调控的时间和空间概念，掌握了基因表达调控的秘密，我们手中就有了一把揭示生物学奥妙的金钥匙。
基因表达调控主要表现在以下几个方面：
① 转录水平上的调控(transcriptional regulation)；
② mRNA加工成熟水平上的调控(differential processing of RNA transcript)；
③ 翻译水平上的调控(differential translation of mRNA).
原核生物中，营养状况(nutritionalstatus)和环境因素(environmental factor)对基因表达起着举足轻重的影响。在真核生物尤其是高等真核生物中，激素水平(hormone level)和发育阶段(developmental stage)是基因表达调控的最主要手段，营养和环境因素的影响力大为下降。
一、 乳糖操纵子的调控模式
大肠杆菌乳糖操纵子(lactose
operon)包括3个结构基因：Z、Y和A，以及启动子、控制子和阻遏子等。转录时，RNA聚合酶首先与启动区(promoter,P)结合，通过操纵区(operator,O)向右转录。转录从O区的中间开始，按Z→Y→A方向进行，每次转录出来的一条mRNA上都带有这3个基因。转录的调控是启动区和操纵区进行的。
Z编码β-半乳糖苷酶；Y编码β-半乳糖苷透过酶；A编码β-半乳糖苷乙酰基转移酶。β-半乳糖苷酶是一种β-半乳糖苷键的专一性酶，除能将乳糖水解成葡萄糖和半乳糖外，还能水解其他β-半乳糖苷（如苯基半乳糖苷）。β-半乳糖苷透过酶的作用是使外界的β-半乳糖苷（如乳糖）能透过大肠杆菌细胞壁和原生质膜进入细胞内。β-半乳糖苷乙酰基转移酶的作用是把乙酰辅酶A上的乙酰基转到β-半乳糖苷上，形成乙酰半乳糖。
1． 酶的诱导-lac体系受调控的证据
在不含乳糖及β-半乳糖苷的培养基中，lac+基因型每个大肠杆功细胞内大约只有1-2个酶分子。如果在培养基中加入乳糖，酶的浓度很快达到细胞总蛋白量的6%或7%，每个细胞中可有超过105个酶分子。
科学家把大肠杆菌细胞放在加有放射性35S标记的氨基酸但没有任何半乳糖诱导物的培养基中繁殖几代，然后再将这些带有放射活性的细菌转移到不含35S、无放射性的培养基中，随着培养基中诱导物的加入，β-半乳糖苷酶便开始合成。分离β-半乳糖苷酶，发现这种酶无35S标记。说明酶的合成不是由前体转化而来的，而是加入诱导物后新合成的。
已经分离在有诱导物或没有诱导物的情况下都能产生lacmRNA的突变体，这种失去调节能力的突变体称为永久型突变体，为分两类：I型和O型。
I型：野生型为I+，突变型为I-
O型：野生型为O+，突变型为Oc。
I+→I-或O+→Oc后，Z、Y、A结构基因均表现为永久表达，所以I基因被称为调节基因(regulatory gene)。研究发现，I基因是一个产生阻遏物的调节基因，其产物使体系关闭。I-突变体由于不能产生阻遏物，使细胞成为lac永久表达型。I-/I+局部二倍体由于带有一个正常阻遏物，使细胞中的lac仍然被抑制。
遗传学图谱分析指出，Oc突变位于I与Z之间，所以，lac体系的4个基因的序列为IOZY。通过这些观察，Jacob和Monod推断Oc突变代表DNA链上的一个位点或一个非编码区域，而不是一个基因，因为可编码的基因具有互补性，而Oc没有这一特性。O决定相邻Z基因的产物是诱导型合成还是永久型合成，O区域称为操纵基因。
2. 操纵子模型
Jacob和Monod认为诱导酶（他们当时称为适应酶）现象是个基因调控问题，可以用实验方法进行研究，因此选为突破口，终于通过大量实验及分析，建立了该操纵子的控制模型。
① Z、Y、A基因的产物由同一条多顺反子的mRNA分子所编码。
② 这个mRNA分子的启动子紧接着O区，而位于I与O之间的启动子区（P），不能单独起动合成β-半乳糖苷酶和透过酶的生理过程。
③ 操纵基因是DNA上的一小段序列（仅为26bp），是阻遏物的结合位点。
④当阻遏物与操纵基因结合时，lacmRNA的转录起始受到抑制。
⑤诱导物通过与阻遏物结合，改变它的三维构象，使之不能与操纵基因结合，从而激发lacmRNA的合成。当有诱导物存在时，操纵基因区没有被阻遏物占据，所以启动子能够顺利起始mRNA的合成。
3. Lac操纵子的本底水平表达
因为诱导物需要穿过细胞膜才能与阻遏物结合，而运转诱导物需要透过酶。在非诱导状态下有少量（1-5个mRNA分子）lac mRNA合成--本底水平永久型合成。
4. 葡萄糖对lac操纵子的影响--代谢物阻遏效应
研究表明，葡萄糖对lac操纵子表达的抑制作用是间接的，因为存在一种大肠杆菌突变株，它正常的糖酵解过程受阻，葡萄糖-6-磷酸不能转化为下一步代谢中间物，该菌株能在有葡萄糖存在的情况下被诱导合成lac mRNA。
5. cAMP与代谢物激活蛋白
当葡萄糖和乳糖同时存在于培养基中时，lac启动子表达受阻，没有β-半乳糖苷酶活性；当葡萄糖消耗完以后（图中箭头处），细胞内cAMP浓度增加，β-半乳糖苷酶活性被诱导，一度停止生长的细胞又恢复分裂。如果将细菌放在缺乏碳源的培养基中，细胞内cAMP浓度就很高；若在含葡萄糖的培养基中培养，细菌中的cAMP浓度就会很低；如果将细菌置于甘油或乳糖等不进行糖酵解的碳源培养基中，细菌中cAMP的浓度也会很高。
研究证实，葡萄糖所引起的代谢物抑制(Catabolite repression)现象的实质是该代谢物降低了细胞中cAMP的含量.事实上，cAMP-CAP复合物是lac体系的positive regulator，它们不能代替lacI和lacO的功能(negative regulator)。
cAMP-CAP不但能与DNA相结合，造成双螺旋弯曲，易于形成三元转录起始复合物，它还能直接影响RNA聚合酶的活性。Dominant negative（Trans-dominant）lacI-d，只要有这个"环"的亚基存在，lacI+基因产物（阻遏物）无法与O区相结合lac operon得到表达。
6. lac操纵子DNA的调控区域--P.O.区
lac
P（启动子区）从I基因结束到mRNA转录起始位点止，共长82bp（-82～+1）O区就是阻遏物结合区，位于P区后半部分和转录起始区（-7～+28），该区序列有对称性，其对称中心点在+11位。P区的CAMP-CAP结合区（-67～-52）也有对称性，其对称位点在-60～-59之间。
在一个完全被诱导的细胞中，β-半乳糖苷酶、透过酶及乙酰基转移酶的拷贝数比例为1:0.5:0.2，这个比例在一定程度上反映了以β-半乳糖苷作为唯一碳源时细胞的需要。不同的酶在数量上的差异是由于在翻译水平上受到调节所致。
①lac mRNA可能与翻译过程中的核糖体相脱离，从而终止蛋白质链的翻译。这种现象发生的频率取决于每一个后续的AUG密码子再度起始翻译的概率。
②在lac mRNA分子内部，A基因比Z基因?
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