此方法对于贴壁细胞转染是最常用并首选的方法。
1、配液：
2× HBS1.63gNaCl；1.19g Hepes；0.023gNa2PO4.2H2O；加水至100ml（pH7.1），过滤，<4℃保存。
2mmol/L CaCl2过滤除菌。
TE 0.1mmol/LEDTA；1mmol/LTris-HCl(pH 8.0).
G418（新霉素G418）液1g G418溶于1mmol/L Hepes缓冲液中，加水至10ml，过滤除菌，<4℃保存。
G418选择性培养基用含10%胎牛血清的DMEM培养基配制，G418浓度为200-800mg/L。
注意对受体细胞先做预实验，选用在10-14天内能杀死细胞50%以上的最低浓度。
2、操作步骤（方法一）：
（1）供体DNA制备：按前介绍的DNA提取法提取DNA，溶于TE中，40mg/L。
(2)受体细胞的培养：研究癌基因转移应选择不含人类Alu序列的动物细胞系作为受体细胞。如小鼠NIH-3T3细胞系等，该细胞有一定自发转化倾向，一般在转染前1天接种细胞，接种密度为2×10个/cm，用含10%胎牛血清的DMEM培养基，37℃、5% CO2培养，待细胞占50%-70%瓶底面积时，用于转染试验。
(3)DNA-磷酸钙沉淀物的制备：
将供体细胞DNA和PSV-2neo质粒载体DNA用TE配制成40mg/L的DNA溶液，同时想供体细胞DNA溶液200ul中加入新霉素基因的质粒DNA溶液（20mg/L）220ul和2 x HBS 250ul（PSV2-neo为1-2mg/L）。
取500ul上述DNA溶液加入硅化试管中，缓慢加入3.1ml CaCl2(2mol/L)混匀30s。
然后立即混旋，室温下静置30min，待溶液轻度浑浊后，吹打后即用于转染受体细胞。
(4)转染受体细胞：
将处于对数生长期已占瓶底50%-70%的受体细胞在转染前4h更换一次新鲜培养基，每瓶5ml（25ml培养瓶）。
吸取0.5DNA-磷酸钙沉淀，加入含5ml培养基的细胞瓶中摇匀。
置37℃、5% CO2培养24h或更长，使细胞充分吸入DNA-磷酸钙结晶颗粒。
更换新鲜培养基，继续培养24h，诱导转染基因的表达。
更换浓度为800mg/L的G418选择培养基进行筛选。同时设有未能转染的对照细胞。
培养大约3-5天，对照细胞大部分死亡，这时转染细胞更换浓度为200mg/L的G418选择培养基，每3-4天更换一次选择培养基。
2周后对照细胞死亡，在转染的细胞瓶中可见有抗药性的细胞克隆出现，待其增大后再进行克隆化和扩大培养。可建立转化细胞株，并作进一步鉴定。
本实验要加入PSV-neo、DNA于外源DNA共转染受体细胞，这样可使受体细胞获得新霉素（neo）基因的抗药性，这样即使癌基因没有出现明显的“转化灶”，也可测出转入的外源性基因的抗新霉素的标记。而且还可利用被新霉素基因导入的受体细胞通过G418选择性培养基筛选转化的细胞建立细胞株。Uoyi获取“转化灶”为目的，可不加入PSV2-neo DNA，只需将从癌细胞中提取的基因组DNA导入受体细胞即可，方法如下。
3、基因组DNA转染（方法二）：
配制磷酸转染。NaCl 8.0g，Hepes5.0g；Na2HPO40.099g；加温水至1000ml。用时现配，pH很重要，一定要控制在6.95±0.65，消毒灭菌，-20℃贮存备用。
按前面介绍的方法提取癌细胞基因组DNA。
取供体基因DNA50-100ug，加3mmol/L NaCl或醋酸钠，使最终浓度至0.3mmol/L，混匀。
再加2倍体积无水乙醇3000r/min离心10min，弃上清。
加入转染缓冲液，待DNA充分融解后，夹在如2.5mmol/L CaCl2，终浓度为125mmol/L，用吸管吹打3次，置室温下10-30min，待液体透明度降低，出现微浊蓝色时，即可用于转染细胞。
取生长状态良好处于半汇合阶段的对数生长期细胞，在转染前4h，更新培养基一次。
转染。向每瓶中加DNA-磷酸钙沉淀物0.5-1ml，置37℃作用4-6h。
培养。弃去培养基，用15%甘油处理3min，无血清培养基漂洗1次，接近汇合时血清用量降至5%，培养2-3周。
检测。逐日观察，待出现“转化灶”后，克隆分离，扩大培养建立转化细胞株。
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