蛋白质与核酸之间的结合是一类经典的生物分子间的相互作用，是很多非常重要的生物过程中的核心步骤，例如DNA的复制与转录、转录因子的调控、mRNA的翻译、非编码RNA介导的表达调控等等。对于蛋白与核酸的互作，除了有EMSA（electrophoretic mobility shift assay，电泳迁移率实验）等偏定性的检测方法外，很多情况下还会要求对蛋白与核酸的亲和力给出具体数值以便于比较；而Biacore就可以用于蛋白与核酸相互作用的定量检测实验，给出结合反应的动力学以及亲和力参数等信息。
那么在利用Biacore检测蛋白与核酸相互作用的实验中我们需要注意哪些事项呢？下面我们就来简单讨论一下这个实验中可能出现的常见问题。
Q1
我应该固定蛋白还是核酸？如何固定？
理论上固定蛋白或是固定核酸都是可行的（这可以从很多参考文献中得到印证），主要应该综合考虑样品的性质与实验目的两方面因素。
样品性质：如果蛋白样品不纯，可以考虑通过捕获法来固定蛋白。
实验目的：如果核酸分子已确定，需要测试不同种类的蛋白与其的亲和力，此时可能先考虑固定核酸；反之亦然。
至于配体固定方法，蛋白类样品可以考虑直接偶联或者捕获法，而核酸分子一般是通过生物素修饰后用SA/NA系列芯片进行固定。核酸分子一般携带大量的负电荷，不一定能顺利实现预富集；另外，核酸分子上的伯氨基位于碱基上，如果反应后可能会影响结合活性、影响双链互补或者形成高级结构。因此，一般不考虑通过直接偶联法来固定核酸。
Q2
检测核酸分子的长度/大小有没有限制？
理论上对于核酸样品的大小没有严格的限制，但是我们一般建议将核酸链长控制在300 bp/nt以内。对于过长的核酸分子，蛋白在上面可能有多个不同的结合位点，实验结果可能无法用已有模型进行拟合。因此在一般情况下，我们建议使用相对短一些的核酸片段（即参与结合的核心区域）来进行互作研究。
Q3
核酸样品需要进行什么处理？
一般普遍的要求是保持样品的结合活性，并且作为分析物的话，应该让样品所处缓冲液条件与运行缓冲液尽可能一致。对于需要形成双链或者高级结构的核酸样品，应该在上机使用前进行处理，使其处于可发挥结合活性的构象状态。一般进行的处理方法是退火（annealing），先加热使核酸分子变性，然后再缓慢降温，使碱基配对形成双链或者高级结构。常见的退火条件可以是先在94℃下加热2 min，然后再缓慢降温至室温条件。
以上是在Biacore检测蛋白与核酸相互作用实验中，关于核酸样品具有特殊性的一些问题。如果大家在平时实验中遇到其他相关的问题，也欢迎致电智荟专线（400-810-9118转2号线）与我们沟通交流。
另外，我们为大家准备了Biacore检测核酸与蛋白结合的操作方法，以及Biacore芯片与耗材选择指南，欢迎扫码查阅参考。
需要说明的是，操作指南中提供的操作条件仅供参考，实验过程中还是需要根据自身样品的性质进行调整。
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看完了蛋白与核酸互作常见问题，我们也特意为大家准备了Biacore耗材促销活动。
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